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 分類: 時空組學(xué)
通過單細胞轉(zhuǎn)錄組測序技術(shù)得到海量細胞的表達矩陣,可以對細胞亞群做聚類、注釋,鑒定亞群marker genes,尋找組間差異調(diào)控網(wǎng)絡(luò),繪制組織特異性圖譜…..除了這些基本分析思路外,還有沒有其他方法可以挖掘出隱藏在豐富數(shù)據(jù)里的寶藏呢?今天細胞軌跡分析告訴你~
一個組織樣本中同時含有處于不同分化階段的細胞,單細胞轉(zhuǎn)錄組測序技術(shù)一個樣本可檢測上千甚至上萬個細胞,記錄下樣本中成千上萬個細胞的瞬時信息,在沒有多時間點樣本的情況下,利用單細胞數(shù)據(jù)進行細胞軌跡分析,也能幫助構(gòu)建細胞分化過程的圖譜。相較傳統(tǒng)的細胞譜系追蹤方法,細胞軌跡分析可以在單細胞分辨率驗證已知的細胞分化關(guān)系,簡單又高效,還能推斷未知的細胞分化路徑,挖掘一些稀少的中間狀態(tài)細胞,解析細胞分化過程中的起調(diào)控作用的關(guān)鍵基因,在發(fā)育生物學(xué)中細胞分化、譜系發(fā)育研究方向、腫瘤/疾病微環(huán)境中免疫細胞的動態(tài)變化研究中均有廣泛應(yīng)用。

如何進行細胞軌跡分析?

目前進行細胞軌跡分析的方法和軟件非常之多,大致可以概括為兩種方法,一種是以monocle軟件為代表的擬時序分析(pseudotime analysis),另一種則是以velocyto /scVelo為主的RNA速度分析(RNA velocity)。

1、擬時序分析

2019年Nature biotechnology的一篇文章A comparison of single-cell trajectory inference methods [1] 就對45種擬時序分析的方法進行了評估,這些軟件在性能、可擴展性、穩(wěn)定性和易用性上存在差異,當(dāng)然也各有其優(yōu)缺點。軟件推斷的細胞分化軌跡主要有7種類型,包括環(huán)狀(cycle)、線性(linear)、分叉(bifurcation)、多分叉(Multifurcation)、樹型(Tree)、多種軌跡并存的連接圖(Connected graph),及多種不相連軌跡并存的斷開圖(disconnected graph)。(圖1)

圖1 ?軌跡分析算法評估流程及7種細胞分化軌跡類型[1]

圖1 ?軌跡分析算法評估流程及7種細胞分化軌跡類型[1]

圖1 ?軌跡分析算法評估流程及7種細胞分化軌跡類型[1]
Monocle2?[2]是目前引用率比較高的一款軟件,基于基因表達量的動態(tài)變化來構(gòu)建細胞軌跡,軟件簡單易操作,且功能較全面,能滿足基本分析所需的細胞分化軌跡類型;軟件更新速度也比較快,如果細胞通量較高會嚴(yán)重影響Monocle2的運行速度,進行大數(shù)據(jù)集分析時需要選擇特定細胞類型來減少計算量,這個問題在Monocle3中得到了解決。Monocle2會默認分化軌跡的起點,但這個起點不一定符合生物學(xué)意義,所以需要基于樣本自身的生物學(xué)背景,挑選已知或潛在存在分化關(guān)系的細胞類型顯得尤為重要,來明確正確的細胞分化起點和終點。

2、RNA速度分析

目前絕大多數(shù)軟件利用的是細胞的基因表達信息,2018年發(fā)表在Nature上的一篇文獻RNA velocity of single cells[3],提出了一個新的概念,即RNA速度(RNA velocity ),利用的是reads到表達的信息,通過分析新轉(zhuǎn)錄的、未發(fā)生剪接的前體mRNA,與成熟的、發(fā)生剪接的mRNA(reads是否比對到內(nèi)含子)豐度之間的比值,來表征細胞定向的動態(tài)信息。scVelo[4]軟件可以推斷包括轉(zhuǎn)錄、剪接和降解在內(nèi)的”基因特異性速度(gene-specific rates)”,并還原細胞過程中的”潛在時間(latent-time)”,而潛在時間近似為細胞分化的真實時間,同時可以識別調(diào)控機制,并系統(tǒng)性的推定驅(qū)動基因。scVelo分析流程及代碼貼在文章末尾,感興趣的老師不妨實操看看。

scVelo軟件分析

圖2 ?scVelo軟件分析原理示意圖[4]

a.轉(zhuǎn)錄動力學(xué)建模捕捉未剪接前 mRNA 的轉(zhuǎn)錄激活和抑制(“開”和“關(guān)”階段)這些轉(zhuǎn)錄本轉(zhuǎn)化為成熟的mRNA并最終降解;b.當(dāng)轉(zhuǎn)錄激活和抑制的轉(zhuǎn)錄階段分別持續(xù)足夠長的時間時,分別達到活躍轉(zhuǎn)錄和非活躍穩(wěn)態(tài)。然而,特別是在瞬態(tài)細胞群中,通常不會達到穩(wěn)定狀態(tài),例如,轉(zhuǎn)錄激活可能在 mRNA 水平飽和之前終止,表現(xiàn)出”提早轉(zhuǎn)換”行為;c. 基于似然的模型,解決剪接動力學(xué)的完整基因轉(zhuǎn)錄動力學(xué),它由兩組參數(shù)控制:(1)轉(zhuǎn)錄、剪接和降解的反應(yīng)速率(2)細胞-轉(zhuǎn)錄狀態(tài)和時間的特定潛在變量。通過 EM 迭代地推斷參數(shù)。對于給定的反應(yīng)速率參數(shù)估計,通過最小化每個單元與當(dāng)前相軌跡的距離來將時間點分配給每個單元。轉(zhuǎn)錄狀態(tài)是通過將可能性與軌跡上的各個片段相關(guān)聯(lián)來分配的——即激活、抑制以及活躍和不活躍的穩(wěn)態(tài)。d.然后通過更新反應(yīng)速率的模型參數(shù)來優(yōu)化整體可能性。紫色虛線將推斷的(未觀察到的)非活動狀態(tài)與活動穩(wěn)定狀態(tài)聯(lián)系起來。

相較于擬時序分析來說,RNA velocity分析的是細胞在某一時刻的潛在分化方向,可以直接從具有時間向量的結(jié)果讀取到分化方向,無需基于生物學(xué)背景指定分化起點和終點;同時RNA velocity的數(shù)據(jù)可以與Seurat降維數(shù)據(jù)兼容,也可以嵌入monocle構(gòu)建細胞軌跡,這對于聯(lián)合兩種分析策略十分便利,利用RNA velocity分析揭示所有未知的細胞分化關(guān)系,然后篩選關(guān)注的細胞分化過程進行擬時序分析,挖掘分化過程中的調(diào)控機制。

如何應(yīng)用細胞軌跡分析?

 

上文有提過,細胞軌跡分析目前在細胞分化、譜系發(fā)育、腫瘤/疾病微環(huán)境中免疫細胞的動態(tài)變化研究中均有廣泛應(yīng)用,大致可以概括為以下三種應(yīng)用場景:

1、細胞分化過程重現(xiàn)

基于單細胞測序分析數(shù)據(jù),對其他技術(shù)手段獲取的已知細胞分化關(guān)系進行驗證。

2020年Nature Communication發(fā)表的Single-cell RNA-seq reveals that glioblastoma recapitulates a normal neurodevelopmental hierarchy[5],利用RNA速度表征了膠質(zhì)母細胞瘤的分化過程,證實了膠質(zhì)母細胞瘤層次結(jié)構(gòu)頂點是腫瘤祖細胞,星形細胞、間充質(zhì)、少突膠質(zhì)細胞和神經(jīng)元癌細胞比腫瘤祖細胞的分化程度更高,并且在每個患者中均可見特定細胞分化方向(圖3)。

膠質(zhì)母細胞瘤RNA速度分析

圖 ?3 ?膠質(zhì)母細胞瘤RNA速度分析[5]

2020年Cell stem cell發(fā)表的The Dynamic Transcriptional Cell Atlas of Testis Development during Human Puberty[6],研究根據(jù)前期研究基礎(chǔ)將人睪丸生殖細胞分為對應(yīng)4個發(fā)育階段的細胞亞型:未分化的精原細胞、分化的精原細胞、精母細胞、精子細胞;同時利用擬時序分析,證實了生殖細胞由未分化的精原細胞向精子細胞分化的發(fā)育軌跡(圖4)。
人睪丸生殖細胞亞群及分化軌跡鑒定

圖4 ?人睪丸生殖細胞亞群及分化軌跡鑒定[6]

2、潛在的細胞分化路徑挖掘

除了鑒定已知的細胞分化過程,通過細胞軌跡分析也能推斷未被報道的、可能的未知細胞分化路徑,如神經(jīng)干細胞發(fā)育、腫瘤/疾病微環(huán)境中免疫細胞分化過程,甚至挖掘到一些稀少的、常規(guī)技術(shù)手段很難獲得的中間狀態(tài)細胞。

2021年Nature Communication發(fā)表的Single-cell sequencing of immune cells from anticitrullinated peptide antibody positive and negative rheumatoid arthritis[7],研究首先通過比較兩種亞型類風(fēng)濕性關(guān)節(jié)炎(RA)患者與健康對照外周血免疫細胞圖譜差異,關(guān)注到了B細胞類型豐度變化,發(fā)現(xiàn)ACPA-RA組IGHG4+ plasma B細胞明顯升高,HLA-DRB5+ plasma B細胞明顯降低(圖5,左圖);隨后對B細胞進行擬時序分析探究B細胞亞型分化關(guān)系,發(fā)現(xiàn)在健康對照和RA患者之間B細胞亞型存在不同的分化路徑:在健康對照中na?ve B細胞有兩條分化路徑,1條是分化為HLA-DRB5+plasma B細胞再分化為plasma B細胞,另1條分化為Mem-unsw B細胞到Mem-sw B細胞;而RA患者中,na?ve B細胞直接分化為IGHG4+ plasma B細胞(圖5,右圖)。

類風(fēng)濕關(guān)節(jié)炎患者外周血B細胞分析

圖5 ?類風(fēng)濕關(guān)節(jié)炎患者外周血B細胞分析[7]

膠質(zhì)母細胞瘤 (GBM) 可以根據(jù)基因表達分為不同的亞型,但尚未鑒定出經(jīng)典亞型的膠質(zhì)瘤干細胞樣細胞 (GSC),2019年Cancer Discovery發(fā)表的The Phenotypes of Proliferating Glioblastoma Cells Reside on a Single Axis of Variation[8],對IDH 野生型 GBM單細胞數(shù)據(jù)進行 RNA 速度分析,鑒定到了GBM的腫瘤干細胞樣細胞 (GSC)群體逐漸從間充質(zhì)表型mGSC 過渡到原神經(jīng)表型pGSC的中間群體,在這個中間群體中,mGSC 標(biāo)記(如CD44、CHI3L1)高表達;而pGSC 標(biāo)記物(如DLL3、PDGFRA)的表達較低,但具有較高的正表達速度(圖6)。
膠質(zhì)母細胞瘤干細胞樣細胞分化軌跡

圖6 ??膠質(zhì)母細胞瘤干細胞樣細胞分化軌跡[8]

3、細胞分化過程調(diào)控機制解析

通過細胞軌跡分析,分析處于重要分化節(jié)點的關(guān)鍵細胞亞群,尋找隨著分化時間呈現(xiàn)特定表達模式的關(guān)鍵基因,解析驅(qū)動細胞亞群分化的調(diào)控機制。

2021年 Nature發(fā)表的Single-cell transcriptomic characterization of a gastrulating human embryo[9],為了探索原腸胚形成過程中外胚層的變化,利用RNA速度分析了外胚層(Epiblast)、外胚層(羊膜/胚胎)(Ectoderm (amniotic/embryonic))、新生中胚層(Nascent mesoderm)、原條(Primitive Streak),由Epiblast起,發(fā)生兩個分支,一側(cè)由Primitive Streak發(fā)育到Nascent mesoderm,一側(cè)發(fā)育到ectoderm(圖7,左圖);隨后利用擬時分析推斷Epiblast分化過程中的基因表達變化,檢測到ectoderm marker genes(DLX5、TFAP2A 和GATA3)表達上調(diào),而早期神經(jīng)誘導(dǎo)marker genes(SOX1、SOX3 和PAX6)和分化的神經(jīng)元marker genes(TUBB3、OLIG2和NEUROD1)表達極低甚至檢測不到,這表明CS7中神經(jīng)分化尚未開始(圖7,右圖)。

RNA速度分析解析原腸胚分化軌跡

圖7 ?RNA速度分析解析原腸胚分化軌跡[9]

如何進行RNA速度分析?

1、軟件安裝:

pip?install?-U?scvelo?#需要3.6以上版本python
pip?install?velocyto

2、adata 數(shù)據(jù)結(jié)構(gòu):

– adata.X:數(shù)據(jù)矩陣
– adata.obs:細胞的注釋
–?adata.var:基因的注釋
– adata.nus:非結(jié)構(gòu)化注釋,例如圖
– adata.layers:附加層數(shù)據(jù),如spliced/unspliced矩陣

3、加載需要的庫及一些配置

import?seaborn?as?sns
import?scvelo?as?scv
import?pandas?as?pd
import?scanpy?as?sc
import?numpy?as?np
import?loompy

scv.settings.verbosity?=?3??#?show?errors(0),?warnings(1),?info(2),?hints(3)
scv.settings.presenter_view?=?True??#?set?max?width?size?for?presenter?view
scv.set_figure_params(‘scvelo’)??#?for?beautified?visualization

4、計算獲取unspliced/spliced矩陣

##?運行run10x
/software/python3.9.6/bin/velocyto?run10x??????????\
#?相應(yīng)的repeatmasker的重復(fù)序列注釋文件(可從USCU中獲?。?br> #?http://genome.ucsc.edu/cgi-bin/hgTables
-m?RMSK
cellranger_results??#?cellranger的輸出結(jié)果路徑
sample_name???????????#?樣本名
seurat_GTF??????????????#?用于cellranger定量的基因組注釋文件
##?輸出結(jié)果,在cellranger的結(jié)果中會創(chuàng)建單個樣本的velocyto文件夾,其中的loom文件即為最終結(jié)果
data/SC/Normal1-sc/velocyto:
Normal1-sc.loom
data/SC/Normal2-sc/velocyto:
Normal2-sc.loom
data/SC/Normal3-sc/velocyto:
Normal3-sc.loom
data/SC/Normal4-sc/velocyto:
Normal4-sc.loom

5 、loom文件的讀取及合并

#?讀取單個樣本loom文件
Normal_loom?=?sc.read(‘./Normal1.loom’,?sparse=True,?cache=True)
#?合并同組樣本的loom文件
import?loompy
Normal_loom_list?=?[Normal1-sc.loom,
Normal2-sc.loom,
Normal3-sc.loom,
Normal4-sc.loom]
loompy.combine(Normal_loom_list,?output_file?=?‘Normal_combined.loom’)
#?讀取
Normal_loom?=?sc.read(‘./Normal_combined.loom’,?sparse=True,?cache=True)

6 ?導(dǎo)入Seurat對象的降維聚類結(jié)果

使用scVelo進行分析時需要對數(shù)據(jù)進行降維聚類,若上游分析的降維聚類注釋結(jié)果基于Seurat,可以直接將Seurat的降維聚類結(jié)果添加到adata對象中,下面方法僅供參考。此外,如果上游分析基于scanpy,則可以直接調(diào)用scanpy的降維聚類相關(guān)的方法。注:此處并沒有進行注釋,在實際操作中將 seurat_cluster替換為注釋后的信息即可,導(dǎo)入seurat之后的所有調(diào)用的方法中的groupby參數(shù)設(shè)置為 seurat_cluster。

library(Seurat)
library(tidyverse)
seurat_obj@meta.data?%>%?rownames_to_column(var?=?‘barcodes’)?%>%
write.table(‘seurat_meta_df.txt’,?sep?=?‘\t’,?quote?=?F)
seurat_obj@reductions$umap@cell.embeddings?%>%?rownames_to_column(var?=?‘barcodes’)?%>%
write.table(‘seurat_umap.txt’,?sep?=?‘\t’,?quote?=?F)
def?using_seurat_meta_umap(loom_file,?seurat_meta_df,?seurat_umap):
#?讀入seurat的meta.data以及umap降維結(jié)果
seurat_meta_data_raw?=?pd.read_csv(seurat_meta_df)
seurat_umap_raw?=?pd.read_csv(seurat_umap)
#?loom文件原始的index順序
anndata_index?=?loom_file.obs.index.values
#?合并
meta_data?=?loom_file.obs.reset_index().?\
merge(seurat_meta_data_raw,
left_on=”CellID”,
right_on=”barcodes”,?how=’left’).?\
set_index(‘CellID’).reindex(anndata_index)
meta_data[‘seurat_clusters’]?=?meta_data[‘seurat_clusters’].?\
apply(lambda?x:?“%d”?%?int(x)?if?~np.isnan(x)?else?x).astype(‘category’)
loom_file.obs?=?meta_data
loom_file?=?loom_file[loom_file.obs.dropna().index,?:]
loom_file.obsm[‘umap’]?=?seurat_umap_raw.set_index(‘barcodes’).?\
reindex(loom_file.obs.index).to_numpy().astype(‘float64’)
return?loom_file
Normal_loom?=?using_seurat_meta_umap(Normal_loom,
‘seurat_meta_df.txt’,
‘seurat_umap.txt’)
#?查看是否替換成功,與seurat結(jié)果進行比較
sc.pl.umap(Normal_loom,?color=’seurat_clusters’)

分析結(jié)果展示

拼接/未拼接計數(shù)的比例,通常有 10%-25% 的未拼接分子包含內(nèi)含子序列。

scv.pl.proportions(Normal_loom,?groupby=’seurat_clusters’)

RNA-速度:速度是基因表達空間中的向量,代表單個細胞運動的方向和速度。速度是通過模擬剪接動力學(xué)的轉(zhuǎn)錄動力學(xué)獲得的,對于每個基因,擬合了成熟(未剪接)和成熟(剪接)mRNA?計數(shù)的穩(wěn)態(tài)比率,這構(gòu)成了恒定的轉(zhuǎn)錄狀態(tài)。正速度表明基因被上調(diào),這種情況發(fā)生在該基因未剪接?mRNA?豐度高于預(yù)期的穩(wěn)定狀態(tài)的細胞中。相反,負速度表明基因被下調(diào)。

#?預(yù)處理
scv.pp.filter_genes(Normal_loom,?min_shared_counts=20)
scv.pp.normalize_per_cell(Normal_loom)
scv.pp.filter_genes_dispersion(Normal_loom,?n_top_genes=2000)
scv.pp.log1p(Normal_loom)
scv.pp.filter_and_normalize(Normal_loom,
min_shared_counts=20,
n_top_genes=2000)
#?運行scVelo動態(tài)模型,如果算力不夠可以考慮靜態(tài)或者隨機方法
scv.tl.recover_dynamics(Normal_loom,?n_jobs=30)
scv.tl.velocity(Normal_loom,?mode=’dynamical’)
scv.tl.velocity_graph(Normal_loom,?n_jobs=n_jobs)
#?保存計算結(jié)果
Normal_loom.write(‘Normal_dy_model.h5ad’,?compression=’gzip’)
scv.pl.velocity_embedding_stream(Normal_loom,
basis=’umap’,
color=’seurat_clusters’)
scv.pl.velocity_embedding(Normal_loom,
arrow_length=3,
arrow_size=2,
show=False,
color=’seurat_clusters’)

潛伏時間:動力學(xué)模型描述了細胞過程的潛伏時間(這個潛伏時間代表細胞的內(nèi)部時鐘,并近似于細胞在分化時經(jīng)歷的真實時間,僅基于其轉(zhuǎn)錄動力學(xué)。)

scv.tl.latent_time(Normal_loom)
scv.pl.scatter(Normal_loom,?color=’latent_time’,
color_map=’gnuplot’,?size=80,?show=False)

驅(qū)動基因:顯示出明顯的動態(tài)行為,并通過動態(tài)模型中的高可能性特征系統(tǒng)地檢測到。

top_genes?=?Normal_loom.var[‘fit_likelihood’].?\
sort_values(ascending=False).index[:300]

scv.pl.heatmap(Normal_loom,
var_names=top_genes,?sortby=’latent_time’,
col_color=’seurat_clusters’,?n_convolve=100)

scv.pl.scatter(Normal_loom,?basis=top_genes[:15],
ncols=5,?frameon=False,
color=’seurat_clusters’)

基于RNA-速度的PAGA分析:PAGA提供了軌跡推斷構(gòu)圖的方法,其中加權(quán)邊對應(yīng)于兩個集群之間的連接。在這里,PAGA通過速度推斷的方向性進行了擴展。

scv.tl.paga(Normal_loom,?groups=’seurat_clusters’)

scv.pl.paga(Normal_loom,?basis=’umap’,
size=50,?alpha=.1,
min_edge_width=2,?node_size_scale=1.5)

 

參考文獻:

[1]?Saelens, Wouter et al. “A comparison of single-cell trajectory inference methods.” Nature biotechnology vol. 37,5 (2019): 547-554. doi:10.1038/s41587-019-0071-9
[2]http://cole-trapnell-lab.github.io/monocle-release/docs/
[3]La Manno, Gioele et al. “RNA velocity of single cells.” Nature vol. 560,7719 (2018): 494-498. doi:10.1038/s41586-018-0414-6
[4]https://scvelo.readthedocs.io/
[5]Couturier, Charles P et al. “Single-cell RNA-seq reveals that glioblastoma recapitulates a normal neurodevelopmental hierarchy.” Nature communications vol. 11,1 3406. 8 Jul. 2020, doi:10.1038/s41467-020-17186-5
[6]Guo, Jingtao et al. “The Dynamic Transcriptional Cell Atlas of Testis Development during Human Puberty.” Cell stem cell vol. 26,2 (2020): 262-276.e4. doi:10.1016/j.stem.2019.12.005
[7]Wu, Xunyao et al. “Single-cell sequencing of immune cells from anticitrullinated peptide antibody positive and negative rheumatoid arthritis.” Nature communications vol. 12,1 4977. 17 Aug. 2021, doi:10.1038/s41467-021-25246-7
[8]Wang, Lin et al. “The Phenotypes of Proliferating Glioblastoma Cells Reside on a Single Axis of Variation.” Cancer discovery vol. 9,12 (2019): 1708-1719. doi:10.1158/2159-8290.CD-19-0329
[9]Tyser, Richard C V et al. “Single-cell transcriptomic characterization of a gastrulating human embryo.” Nature vol. 600,7888 (2021): 285-289. doi:10.1038/s41586-021-04158-y
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